Nuevo “Edición principal” El método solo hace cortes de ADN de cadena única
ARRIBA: ISTOCK.COM, CIPHOTOS
Una nueva técnica de edición de genes llamada edición principal, probada en células humanas y de ratón, reescribe el ADN cortando solo una cadena para agregar, eliminar o reemplazar pares de bases. El método puede permitir a los investigadores editar más tipos de mutaciones genéticas que los enfoques de edición del genoma existentes, como CRISPR-Cas9, informan los investigadores hoy (21 de octubre) en Nature.
Emma Haapaniemi , un líder de grupo en el Centro de Medicina Molecular de Noruega que estudia la edición de genes para tratar enfermedades raras y no fue parte del trabajo para desarrollar la edición principal, le dice a The Scientist que el enfoque es innovador y novedoso, aunque de Por supuesto, la técnica aún es un prototipo y deberá refinarse.
El descubrimiento de que CRISPR-Cas9 podría aprovecharse y usarse para editar genes animales y humanos marcó el comienzo de una nueva era de investigación genética en el pasado. varios años. La técnica se ha convertido en una herramienta indispensable en muchos laboratorios de investigación, lo que permite a los científicos crear más fácilmente modelos animales de enfermedades genéticas. Si bien CRISPR-Cas9 se ha abierto camino hacia la clínica, su uso práctico para curar enfermedades humanas se ha visto limitado por consideraciones éticas, desafíos con la entrega y precisión, en particular, los llamados efectos fuera del objetivo que alteran el ADN en loci no deseados en el genoma.
Se sabe que el sistema de edición de genes CRISPR-Cas9 produce cortes adicionales en secciones incorrectas de ADN, lo que puede interrumpir la función celular. Otro tipo de edición de genes que no se basa en roturas de ADN y se pensó que minimizaba la inexactitud es la edición de bases, en la que una enzima puede intercambiar una nucleasa de ADN por otra, pero esta estrategia ofrece opciones limitadas, ya que solo puede generar cuatro de las 12 bases posibles. cambia de par, y algunos trabajos recientes han sugerido que no es tan preciso como los científicos pensaron al principio.
Cuando el postdoctorado y autor principal del estudio, Andrew Anzalone, se unió al laboratorio de David Lius en el Broad Institute, que desarrolló previamente la técnica para edición de base, estaba especialmente entusiasmado con la posibilidad de editar genes sin usar roturas de ADN.
Entonces, basándose en lo que los dos sabían sobre la edición de base y CRISPR-Cas9, comenzaron a trabajar en una nueva técnica para cortar solo una hebra de ADN, dejando la otra intacta. Utiliza la misma nucleasa Cas9 que se usa con frecuencia en el sistema CRISPR, pero combina la enzima con dos nuevos reactivos: un ARN guía llamado pegRNA, que lleva a Cas9 al lugar deseado en el genoma, y una transcriptasa inversa que inicia la adición de un nuevo secuencia o base en el genoma. Una vez que el nuevo material genético se incorpora a la hebra cortada de ADN, el editor principal corta la hebra sin editar y le indica a la célula que la reconstruya para que coincida con la hebra editada.
El equipo probó la edición principal in vitro en cuatro tipos diferentes de células humanas y neuronas de ratón.
Lo que observamos fue bastante notable, dijo Liu en una conferencia de prensa. Para comparar su precisión con CRISPR-Cas9, el equipo usó su tecnología para editar cuatro mutaciones genéticas. Estudios anteriores habían demostrado que cuando CRISPR-Cas9 se enfocaba en estas mismas mutaciones, causaba cambios de ADN fuera del objetivo en 16 ubicaciones predecibles. La edición Prime solo alteró tres de estos loci, lo que sugiere que es más precisa que CRISPR-Cas9.
La edición Prime es más compleja que la edición CRISPR. Requiere tres pasos separados en los que el ADN debe coincidir con partes del sistema de edición principal. Liu dice que cree que este podría ser el secreto de su precisión. CRISPR-Cas9 se basa en un paso de emparejamiento: el ARN guía debe emparejarse con el ADN objetivo. La edición principal requiere este primer paso, pero también incluye dos componentes más, una parte del ARN guía llamado cebador también debe unirse al sitio objetivo y el ADN recién introducido debe unirse al sitio original. Si cualquiera de esos tres eventos de emparejamiento de ADN falla, entonces la edición principal no puede continuar, dice Liu. Creemos que esos tres eventos de emparejamiento independientes brindan la oportunidad de rechazar secuencias fuera del objetivo, agrega.
Nicholas Katsanis, quien estudia medicina genética en el Childrens Hospital of Chicago, dice que no se puede negar que hay algún efecto fuera del objetivo [con CRISPR-Cas9] pero el miedo a los efectos fuera del objetivo es más que la realidad. No obstante, está entusiasmado con la nueva herramienta y enamorado de algunos aspectos de la nueva tecnología, como su capacidad potencial para editar una mayor diversidad de objetivos que otros métodos de edición de genes.
Liu y su equipo usaron prime edición dirigida a los genes subyacentes a la enfermedad de Tay-Sachs y la anemia de células falciformes. Las mutaciones se cambiaron nuevamente a secuencias de ADN sanas con una eficiencia del 3555 por ciento, similar a las tasas que probablemente se lograrían con la edición CRISPR-Cas9.
El Instituto Broad otorgó la licencia de la técnica a Prime Medicine, una compañía cofundada por Liu, bajo el modelo de innovación inclusiva del instituto, que permite a Prime utilizar exclusivamente la tecnología para apuntar a ciertos objetivos, pero ofrece a otras empresas la oportunidad de solicitar la licencia para editar otros genes. El grupo Lius también ha puesto a disposición la técnica en la base de datos Addgene para uso académico. Tengo la esperanza de que cientos, si no miles, de investigadores intenten utilizar la edición principal en las próximas semanas, meses y años, dice Liu. Es realmente importante que la comunidad pruebe y, si es necesario, optimice la edición principal en tantos tipos diferentes de células y organismos como sea posible.
A. Anzalone et al., Edición del genoma de búsqueda y reemplazo sin roturas de doble cadena ni ADN donante, Nature, doi:10.1038/s41586-019-1711-4, 2019.
Emma Yasinski es una reportera independiente que vive en Florida. Síguela en Twitter @EmmaYas24.